Раствор фенола концентрацией 100 мг/л

 

 

Таким образом, динамика изменения количества аммиака в мозге у карасей (рис. 15) по ходу развития фенольной интоксикации отражает серьезные сдвиги в белковом обмене организма, обусловленные воздействием фенола на центральную нервную систему рыб. Опыты отчетливо показывают, что в головном мозге рыб происходит резкое повышение концентрации аммиака во время двигательного возбуждения и судорог, характерных для фенольной интексикации. Иными словами, биохимические изменения в головном мозге рыб вовремя сильнейшего двигательного возбуждения аналогичны имеющим место у теплокровных и животных.

 

Рис. 15. Динамика изменений количества аммиака в мозге

у контрольных 1 и подопытных 2 карасей.

 

Сходство биохимических изменений в головном мозге рыб и теплокровных, проявляющееся в увеличении содержания высокотоксичного аммиака, позволило нам высказать предположение [185] о нарушении детоксикации аммиака у рыб в системе дикарбоновые кислоты — аммиак — глютамин. Постоянство и выраженность изменений количества аммиака в мозге рыб давали основание думать, что ему принадлежит важная роль в патогенезе судорожного состояния, обусловленного воздействием на организм не только фенолов, но и других ядов органического ряда. Последующее развитие исследований, проведенных на рыбах, подтвердило эти предположения.

Например, отмечено увеличение концентрации аммиака в мозге радужной форели под влиянием одного из хлорорганических пестицидов — диелдрина, поступавшего в организм рыб вместе с кормом [707]. Одновременно с этим повышалась концентрация свободных аминокислот, в частности аланина, глютаминовой и аспарагиновой кислот, играющих важную роль в детоксикации аммиака.

Освобождение аммиака и увеличение его концентрации в головном мозге различных видов рыб (вобла, бычок-кругляк, осетр) отмечено в опытах с нефтью, ртутью, свинцом н кадмием [18, 19]. Выраженность этих изменений, их продолжительность определяются видовыми особенностями рыб, временем контакта их с ядом и природой токсиканта.

Так, сырая нефть концентрацией 40 мл/л вызывает у отравленных рыб увеличение содержания аммиака на 80%, глютамина на 25% и глютаминовой кислоты на 26%. Меньшая концентрация вытяжки из нефти (30 мл/л) приводит к повышению содержания аммиака в головном мозге русского осетра на 167%, глютамина на 52% и глютаминовой кислоты на 43%.

Однонаправленные изменения азотистого обмена в головном мозге рыб выявлены и в опытах с ядами неорганического ряда, в частности с тяжелыми металлами. Длительное воздействие двухлористой ртути в концентрации 0,01 мг/л привело к увеличению содержания аммиака в головном мозге осетра на 290%, воблы на 135% и бычка-кругляка на 120%. По-иному, чем в опытах с нефтью, менялось содержание днкарбоновых аминокислот: содержание глютамина в мозге всех видов рыб снижалось при ртутной интоксикации. Что касается глютаминовой кислоты, то ее концентрация у осетра снижалась, а у двух видов костистых рыб (вобла и бычок-кругляк) возрастала.

Аналогичные изменения отмечены и в опытах с двумя другими тяжелыми металлами: свинцом и кадмием, выполненных также на полупроходной вобле и морском бычке-кругляке. Содержание аммиака в головном мозге рыб в первые сутки опыта увеличивалось более чем в два раза, затем снижалось и вновь повышалось к концу 15-суточных наблюдений. Менее определенные сдвиги отмечены при исследовании содержания днкарбоновых аминокислот: количество глютаминовой кислоты несколько увеличивалось, глютамина — снижалось, а аспарагиновой кислоты — существенно не менялось. Все зарегистрированные изменения в системе глютаминовая кислота — аммиак — глютамин имеют место при действии на рыб тяжелых металлов в концентрациях, близких к ПДК. Следовательно, содержание свободного аммиака в мозговой и других тканях рыб, появляющегося в избытке вследствие нарушения механизмов его детоксикации, может служить тонким биохимическим показателем реакции организма на токсические воздействия различных групп химических веществ.

Помимо уже описанных токсикантов (фенол, диелдрин, нефть, ртуть, свинец и кадмий) на уровень аммиака в тканях, в частности в крови, печени и жабрах, заметное влияние оказывает повышенное содержание углекислоты в воде [89]. Повышение уровня р СO₂ в воде с 0,21 ммоль/л (в контроле) до 0,44 ммоль/л (1-я группа подопытных карпов) н затем до 0,84 ммоль/л (2-я группа подопытных карпов) привело к увеличению содержания аммиака в крови и печени рыб как 1-й (на 45,9 и 20,4% соответственно), так и 2-й группы (66,6 и 32,6% соответственно). Одновременно нарастает концентрация аммиака в жабрах подопытных рыб обеих групп (на 33,3 и 88,9% соответственно), что свидетельствует об увеличении его выделения жабрами. Поскольку подопытные рыбы в течение длительного времени не питались, авторы высказывают справедливое предположение о том, что увеличение концентрации аммиака в тканях под влиянием повышенного уровня углекислоты обусловлено усилением катаболизма белков и интенсификацией дезаминирования глютамина, концентрация которого увеличивается в крови и тканях, но снижается в печени (на 14,9—24,5%) в сравнении с его содержанием у контрольных рыб.

Результаты этих опытов согласуются с более ранними наблюдемиями [685, 686] о влиянии на обмен азотсодержащих веществ в организме повышенных концентраций водородных ионов. Снижение рН воды (закисление среды) приводит к угнетению поглощения натрия и, естественно, к его утечке из организма. Развивающееся при кислотном стрессе обессоливанис вызывает ряд серьезных сдвигов в обмене веществ рыб, в том числе уменьшение концентрации сывороточного белка [245]. Снижение концентрации натрия в крови карасей приводит к резкому (пятикратному) увеличению содержания аммония [686]. Эти изменения не являются неожиданными, поскольку ионы натрия, а также хлора принимают участие в регуляции активности глютаматдегидрогеназы [773], играющей главную роль в метаболизме аммиака.

Обобщая накопленные экспериментальные данные по влиянию различных экстремальных воздействий на азотистый обмен рыб, необходимо сделать вывод, что содержание аммиака как конечного продукта катаболизма белков в тканях и крови может быть использовано в качестве одного из чувствительных биохимических показателей реакции рыб на токсические воздействия. Опыты показали также, что нарушение процессов детоксикации аммиака в головном мозге, ведущее к увеличению его содержания в центральной нервной системе рыб, является одним из важных биохимических механизмов патологических изменений при токсикозах рыб.

Аминокислоты. Развитие этих исследований привело к необходимости изучить еще один показатель интенсивности и направленности белкового обмена в организме рыб, подвергающихся токсическому воздействию. Мы имеем в виду аминокислоты — основные структурные элементы белков, динамику их содержания в различных органах и тканях. Первые сведения по этому вопросу стали появляться в начале 70-х годов. Увеличение содержания одиннадцати свободных аминокислот, в том числе двух дикарбоновых (глютаминовой и аспарагиновой), участвующих в детоксикации аммиака, отмечено в крови радужной форели, отравленной диэлдрином [706]. Аналогичный эффект оказывал и другой хлорорганический пестицид — ДДТ.

Обстоятельное изучение фонда свободных и связанных аминокислот в различных органах и тканях двух видов рыб (окунь и язь) выполнено А. Я. Малярсвской с сотрудниками [207]. Токсическое действие на рыб разложившихся сипезеленых водорослей приводит к изменению количества свободных аминокислот, направленность и выраженность которого определяется видовыми особенностями исследованных рыб: снижается у окуня и повышается у язя. Наиболее значительное увеличение общей суммы аминокислот отмечено у язя в печени (на 237%); суммарное содержание заменимых аминокислот возросло в печени отравленных язей на 434 % в основном за счет повышения количества глутаминовой кислоты с треонином и тирозина. Общее содержание незаменимых аминокислот в печени также увеличилось, однако в значительно меньшей степени (всего лишь на 40%), чем количество заменимых. Столь резкие изменения общего фонда свободных аминокислот в печени — основном органе синтеза белка и детоксикации чужеродных веществ — вполне объяснимы. На основе полученных данных авторы приходят к выводу, что обнаруженные ими изменения аминокислотного состава отражают нарушение процесса синтеза белка у рыб под влиянием синезеленых водорослей.

Аминокислотный состав мышц оказался значительно более стабильным, и отмеченные здесь изменения резко уступали изменениям, имевшим место в печени.

Так, общая сумма свободных аминокислот в мышцах отравленных язей увеличилась на 65% против 237% в печени, а суммарное содержание незаменимых аминокислот (за исключением лизина) вообще осталось без изменений [207]. Сходные результаты получены в 60-суточных опытах на трехлетних карпах, подвергшихся токсическому воздействию сырой нефти в концентрации 0,5 мл/л [304]. Общее содержание свободных и связанных аминокислот в мышцах рыб оставалось практически без изменений в течение всего опыта. Количество отдельных свободных аминокислот претерпевало незначительные и к тому же разнонаправленные изменения: содержание метионина и лизина увеличивалось, глицина, валина и гистидина — снижалось, аргинина, алапина и серина — не претерпевало сколько-нибудь выраженных изменений. В другой серии опытов, выполненных на двухлетних карпах с сырой нефтью концентрацией 0,05 мг/л, к концу 2-месячных наблюдений содержание свободного лизина, серина, аспарагиновойЧ-глютаминовой аминокислот в мышцах у подопытных рыб выше, а связанных аминокислот (этих же) на 7-20% ниже, чем у контрольных [94]. Значительно более выраженное увеличение суммы свободных аминокислот (36,7-73,4%) отмечено в сыворотке крови двухлетних карпов под влиянием повышенных концентраций углекислоты в воде при постоянном значении рН [89].

Анализируя пока еще немногочисленные данные по изменению количества свободных и связанных аминокислот в различных органах и тканях рыб под влиянием токсикантов, необходимо отметить следующее. В процессе интоксикации рыб суммарное содержание свободных аминокислот увеличивается в крови [706, 89], печени [207], головном мозге [707], кишечнике и мышцах [207], причем в мышцах эти изменения менее выражены и подчас разнонаправленнее, чем в других органах. Колебания аминокислотного состава органов и тканей отравленных рыб могут вызываться разными причинами, в том числе угнетением синтеза белка, нарушением трансаминирования, дезаминироваиия и декарбоксилирования, и, наконец, усилением распада белков, ведущего к увеличению суммарного содержания свободных аминокислот.

Особое внимание исследователей привлекает динамика изменений отдельных групп аминокислот, в частности дикарбоновых, а среди них глютаминовой кислоты — связующего звена белкового, углеводного и ли-пидното обмена. Глютаминовая кислота является важнейшим элементом промежуточного обмена аминокислот, осуществляемого путем трансаминирования и оксидативного дезамииирования.

Трансаминирование (переаминирование) — обратимая реакция переноса аминогруппы между аминокислотами и кетокислотами, в результате которой образуются глютаминовая кислота и кетокислота, соответствующая исходной аминокислоте. Ферменты, катализирующие реакции трансаминирования, называются трансаминазами. Хотя все природные аминокислоты подвергаются ферментативному трансаминированию, однако с наибольшей интенсивностью эта реакция протекает между глютаминовой и щавелевоуксусной кислотами — катализируется аспартатрансамипазой (ACT), а также между глютаминовой кислотой и пировино-градной кислотой — катализируется аланинтрансами-назой (АЛТ). Простетической группой (кофермептом) трансаминаз является пиридоксальфосфат, представляющий собой 5-фосфатный эстер витамина В₆.

Образующаяся в результате трансаминирования различных аминокислот глютаминовая кислота подвергается оксидативному (окислительному) дезаминированию, конечные продукты которого — кетоглютаровая кислота и аммиак. Реакция эта обратима и катализируется глютаматдегидрогеназой. Существует мнение, что глю-таматдегидрогеназа играет решающую роль в оксидативном дезаминировании большинства других аминокислот после их предварительного переамииирования [90]. Коферментом глютаматдегидрогеназы служит никотинамидадениндииуклеотид (НАД) или никотинамид-адениндинуклеотидфосфат (НАДФ).

Учитывая важнейшую роль реакций трансаминирования и оксидативного дезаминирования в обеспечении нормального хода белкового обмена, в клинической биохимии для диагностических целей уже давно и успешно используют активность ферментов, катализирующих эти реакции. В ихтиотоксикологии они стали применяться недавно, но результаты опытов обнадеживают. Первые сведения о наличии у рыб трансаминаз появились в конце 60-х и начале 70-х годов [443, 722, 485, 606,.765].

В основополагающей работе Г. Белла [443], выполненной на тихоокеанском лососе, показано, что под влиянием гепатотропных ядов, таких, как бромбензол, четыреххлористый углерод, в крови рыб изменяется активность глютаматпируваттрансаминазы, и эти изменения могут быть использованы в диагностических целях.

Ингибирование активности аспартаттрансаминазы ртутью, мышьяком, шестивалентным хромом, оловом и магнием отмечено у одного из видов чукучановых рыб (Catostomus commersoni). Медь и трехвалентный хром не оказывали влияния на этот фермент, а кобальт, цинк, свинец и железо обладали слабовыраженным ингибирующим эффектом [485]. Трансаминазная активность сыворотки крови карпа менялась под влиянием двух фосфорорганических пестицидов: ДДВФ и диптерекса [765]. Снижение активности глютаматпируваттрансаминазы обнаружено у речного угря (Anguilla anguilla), отравленного пентахлорфенолом [606]. Длительное голодание угрей приводило к двукратному увеличению активности глутаматоксиацетаттраисаминазы в печени [657], а скармливание радужной форели циклопропеноидиой кислоты — к снижению активности аланинтрансаминазы в этом органе [688].

Выраженные, но разнонаправленные изменения активности трансаминаз выявлены в различных органах язей, отравленных токсическими продуктами синезеленых водорослей [206]. Активность аспартаттрансаминазы достоверно увеличилась в сердце и мозге (на 71,1 и 39,6% соответственно), снизилась в кишечнике (на 47,9%) и осталась практически без изменений в печени и мышцах, резко различающихся между собой по метаболической активности. По иному меняется активность алаиинтрансаминазы у этих же рыб: в сердце и кишечнике достоверно возросла (на 113,8 и 45,6% соответственно), в печени и мозге достоверно снизилась (на 39,7 и 23,9%), в мышцах не изменилась. Автор считает, что выявленные изменения свидетельствуют о нарушении синтеза белка, развивающегося у рыб под воздействием синезеленых водорослей и их токсинов. Вероятно, что это неспецифические нарушения, возникающие у отравленных рыб; они носят вторичный характер и отражают различную степень развития далеко зашедшего токсического процесса, вызванного синезелеными водорослями.

Таким образом, изменение активности трансаминаз (угнетение или повышение) проявляется у многих видов рыб под влиянием различных токсикантов, что свидетельствует о возможности использования этого биохимического показателя обмена белков в диагностических целях. Другой фермент промежуточного обмена аминокислот — глютаматдегидрогеназа, катализирующая оксидативное дезаминирование аминокислот и в первую очередь глютаминовой кислоты, все еще не привлек должного внимания исследователей. Между тем в литературе имеются сведения [707] о том, что отравление рыб некоторыми пестицидами (диелдрином) снижает активность глютаматдегидрогеназы в мозге и увеличивает ее активность в печени. Авторы придают большое значение этому факту и считают, что в основе токсического действия диелдрина, вызывающего повышение концентрации аммиака в мозге, лежит угнетение активности глютаматдегидрогеназы. Гипотеза эта заслуживает внимания и нуждается в дальнейшем экспериментальком обосновании с использованием других токсикантов, отравление которыми приводит к развитию аминотоксикоза мозга рыб.

Завершая анализ фактических данных, характеризующих влияние токсикантов на белковый обмен в органах и тканях рыб, остановимся еще на одной серии работ, посвященных обоснованию возможности использования коллагена и гидроксипролина в токсикологических исследованиях на рыбах [708, 696, 697, 698, 200, 402]. Коллаген относится к группе протеинодов (белковоподобных веществ) и является основным органическим компонентом, структурной основой опорных тканей, таких, как соединительная, хрящевая и костная. Чрезвычайно своеобразен аминокислотный состав коллагена. В молекулу коллагена наряду с аминокислотами входят иминокислоты, содержащие иминогруппу NH, а не аминогруппу NH₂, как все аминокислоты. Это гидроксипролин и гидроксилизин, которые в белках не обнаружены. Обе иминокислоты в свободном виде не встречаются и образуются внутри уже построенного коллагена (точнее, его предшественника — протоколлагена) путем окисления пролинового и лизинового радикалов.

Исследованиями американских токсикологов установлено, что содержание гидроксипролина и коллагена позвоночника, являясь чувствительным индикатором роста, снижается у рыб, подвергнутых длительному токсическому влиянию сублетальных концентраций токсафена и ароклора. Это происходит значительно раньше, чем удается обнаружить снижение темпа роста. Так, отравление токсафеном приводит к замедлению темпа роста ручьевой форели, через 3-4 нед после снижения содержания гидроксипролина.

В опытах на толстоголовом гольяне (Pimephales promelas) показано, что количество гидроксипролина в коллагене позвоночника достоверно снижается при концентрациях токсафена, в 2-3 раза меньших, чем концентрации, вызывающие замедление роста. Примерно сходные по выраженности данные были получены и в опытах с мальками сомика (Ictalurus punctatus). Снижение концентрации гидроксипролина ведет к замедлению синтеза коллагена и повышению минерализации позвоночника, что внешне проявляется в симптоме «сломанная спина» [200, 402]. Правда, в опытах с некоторыми токсикантами (в частности, с 2,4-Д) концентрация гидроксипролина существенно не меняется, а содержание коллагена достоверно снижается, на основании этого авторы справедливо считают, что для «облегчения интепретации токсикологических результатов следует измерять, если это возможно, и гидроксипролин, и коллаген позвоночника» [200, с. 313].

Из представленных в этом разделе данных можно сделать вывод, что многие токсические вещества вызывают существенное нарушение нормального хода белкового метаболизма у рыб. В связи с этим ряд показателей белкового обмена (концентрация общих сывороточных и тканевых белков, содержание свободного аммиака в тканях, фонд свободных аминокислот и активность ферментов, контролирующих обмен аминокислот) могут быть использованы для прогнозирования исхода токсического процесса и оценки степени токсичности веществ с выраженным гепатотроиным действием.

Углеводный обмен

 

Одним из двух основных источников энергии, необходимой организму для обеспечения разнообразных процессов жизнедеятельности, являются углеводы. Глюкоза и гликоген — легко мобилизуемые энергетические субстраты, используемые организмом в качестве «запального» топлива для обеспечения энергией многих физиологических процессов, лежащих в основе реакций на экстремальные условия. В связи с этим показатели углеводного обмена, его интенсивности и направленности представляют первостепенный интерес при оценке реакции рыб на токсические вещества. Об этом свидетельствуют теперь уже многочисленные экспериментальные данные, полученные в опытах на разных видах рыб, подвергнутых токсическому воздействию ядов органического и неорганического ряда.

Первые опыты в этом плане выполнены нами [184] около 20 лет тому назад, их результаты были доложены на Всесоюзном совещании по экологической физиологии в январе 1966 г. Эксперименты проводились на лещах и налимах с концентрацией фенола 5 мг/л. Условия постановки опытов и схема взятия проб крови у рыб описаны в предыдущем разделе этой главы. Содержание сахара в крови определяли по методике Хагедорна и Иенсена, используя для осаждения белка гидрат окиси цинка, наиболее полно удаляющий вместе с белками несбраживаемые редуцирующие вещества. Результаты подвергали статистическому аиализу с помощью непараметрического критерия Вилкоксона.

Содержание налимов в растворе фенола концентрацией 5 мг/л уже в течение первых 24 ч приводит к небольшому, но хорошо заметному подъему уровня сахара в крови, среднее значение которого у подопытных рыб достигало 100 мг% против 73 мг% у контрольных. При этом следует отметить наличие индивидуальных особенностей реактивности налимов, подвергнутых токсическому воздействию фенола. Так, у 27% подопытных налимов отмечена ярко выраженная гипергликсмия при среднем содержании сахара 218 мг%, что в 3 раза превосходит этот показатель у контрольных рыб. У подопытных рыб второй группы (30% особей) имела место гипогликемия при среднем содержании сахара 42,2 мг%. Наконец, у подопытных налимов третьей группы (43% особей) содержание сахара практически оставалось неизменным в сравнении с его количеством у контрольных групп налимов. Если учесть, что все налимы, как подопытные, так и контрольные, длительное время (в течение зимнего периода) содержались в аквариальных условиях, то обнаруженные нами разнонаправленные сдвиги уровня сахара в крови подопытных рыб можно увязать с различной индивидуальной устойчивостью налимов к токсическому действию сублеталыюй концентрации фенола.

Через 48 ч после погружения рыб в токсический раствор наметилась тенденция к некоторому снижению содержания сахара в крови подопытных налимов (92 мг%) и его нормализации, наблюдавшаяся последующие 2 сут. Во всяком случае через 96 ч после начала опытов уровень сахара в крови подопытных и контрольных налимов оказался одинаковым (по 73 мг%). Однако на 5-е сутки контакта рыб с ядом содержание сахара в крови вновь поднялось у подопытных налимов до 94 мг%. Иными словами, у подопытных рыб имеет место 2-фазовое изменение уровня гликемии: первоначальное повышение, затем возвращение к норме и относительная * стабилизация и новое повышение в случае продолжающегося контакта рыб с ядом.

Выраженная гипергликемия отмечена нами и в опытах с лещами. Подопытные рыбы, выдержанные в растворе фенола концентрацией 5 мг/л в течение 96—144 ч, имели значительно более высокий уровень содержания сахара в крови (66 мг%), чем контрольные (45 мг%). Сопоставляя особенности изменений углеводного обмена у двух исследованных видов рыб, различающихся образом жизни и уровнем двигательной активности, необходимо отметить, что изменение уровня сахара в крови у лещей более выраженное и стойкое, чем у налимов. У активных лешей сублетальная концентрация фенола вызывала более высокую, чем у налимов, двигательную активность, а следовательно, повышенную потребность мышц в глюкозе. Это в свою очередь приводит, по-видимому, к более энергичной мобилизации гликогена, поступлению глюкозы в кровяное русло с последующей доставкой в мышцы, которые за счет ее окисления покрывают свои энергетические потребности.

Предположение о повышенной мобилизации гликогена в печени было проверено в нашей лаборатории Г. К. Шелухипым на модели нестицидного отравления 4-месячной молоди русского осетра. Опыты ставили в 70-литровых аквариумах. Токсические растворы аэрировали и меняли один раз в сутки. В качестве токсикантов использовали метафос концентрацией 8,3 мг/л, пропанид (13,3 мг/л) и ялан (25 мг/л).

Определение гликогена в печени производили антроиовым методом на 5-е сутки с начала опытов.

Резкое, почти четырехкратное снижение количества гликогена в печени отмечено у молоди русского осетра, отравленной мстафо-сом: 1,00±0,29 г% в опыте и 4,71 ±1,07 г% в контроле. Менее выраженное, но достаточно заметное (на 24%) снижение содержания гликогена в печени отмечалось и в опытах с пропанидом: с 4,71 ± 1,07 г% у контрольных до 3,58±1",09 г % у подопытных рыб; и только ялан в течение 5-суточного опыта не оказал существенного влияния па содержание гликогена в печени осетра.

Полученные нами исходные данные по влиянию некоторых токсикантов органической природы на углеводный обмен рыб свидетельствовали о возможности использования важнейших показателей этого обмена (содержания сахара в крови и гликогена в печени) в качестве биохимических индикаторов токсического эффекта.

Последующие работы, выполненные как в нашей стране, так и за рубежом на разных видах рыб с различными группами токсикантов, подтвердили как сам факт изменения углеводного обмена у отравленных рыб, так и его диагностическое значение [783, 844, 545].

Так, В. В. Метелсв [228] провел сравнительное изучение концентрации сахара в крови и гликогена в печени у карпов, подвергнутых токсическому воздействию фтористого натрия, метилнитрофоса и фосфамида. Через 24 ч после погружения карпов в раствор фтористого натрия сублетальной концентрации (350 мг/л) у них отмечена гипергликемия. Однако, как и в наших опытах с налимами, выраженность наступивших изменений в содержании сахара и даже их направленность оказались неодинаковыми у разных групп карпов. Например, содержание сахара в крови у подопытных рыб первой группы (4 особи) (103,7±15,2 мг%) оказалось почти в два раза выше, чем у контрольных (62,1 + 10 мг%). У подопытных карпов второй группы (4 особи) произошло снижение (97,1 ±26,0 мг%) содержания сахара в крови на 24% в сравнении с его количеством у контрольных рыб (127±29,5 мг%). Наконец, у подопытных карпов третьей группы (4 особи) имела место незначительная гипертликемия — увеличение содержания сахара в крови всего на 17% (99,4±7,2 мг% у контрольных и 117,8±2,2 мг% у подопытных). Привлекает внимание чрезвычайно широкая амплитуда колебаний среднего уровня содержания сахара в крови у контрольных карпов: от 62,1 ±10 до 127±29,5 мг%. Возможно, оно отражает недостаточную адаптацию рыб к аквариальным условиям или неблагоприятные условия содержания карпов в аквариумах.

Количество гликогена в печени отравленных фтором карпов во всех трех сериях опытов снижалось, но выраженность этих изменений широко варьировала от опыта к опыту. У подопытных карпов первой группы (5 особей) среднее содержание гликогена в печени (2121±588 мг%) оказалось почти в два раза ниже, чем у 5 контрольных рыб (4109,8±371 мг%). У подопытных карпов второй группы (10 особей) количество гликогена в печени (1921 мг%) также значительно ниже, чем у контрольных рыб (5 особей) — 3332 мг%. А у карпов самой многочисленной третьей подопытной группы (20 особей) среднее содержание гликогена в печени (1653 мг%) практически такое же, как у 5 контрольных особей— 1701 мг%. И здесь вновь привлекает внимание весьма широкая изменчивость среднего уровня гликогена в печени у контрольных рыб: от 4109 до 1701 мг%, которую можно объяснить неблагоприятными условиями содержания контрольных рыб в аквариальных условиях.

Всего на 10% увеличилось среднее содержание сахара в крови у карпов (190,8±14 мг%), отравленных сублетальной концентрацией метилннтрофоса — 13 мг/ч, в сравнении с его количеством в крови контрольных особей (169,6+16 мг%). Содержание гликогена печени у отравленных рыб при этом снизилось на 13% (4414± ±400 мг%) в контроле и 3405+300 мг% в опыте). Наконец, при отравлении карпов фосфамидом (43 мг/л) отмечена гипогликемия — снижение концентрации сахара в крови на 23% (с 94,4+8 мг% у контрольных рыб до 72,2+.3,4 нг% у подопытных рыб) к незначительное (всего на 8%) увеличение содержания гликогена в печени Отравленных карпов (3562±306 мг% у подопытных против 3290±270 мг% у контрольных). Автор считает, что повышение содержания глюкозы в крови и снижение количества гликогена в печени рыб указывают на нарушение углеводного обмена.

Разнонаправленные изменения содержания гликогена в печени и сахара в крови отражают, на наш взгляд, прежде всего одно из проявлений реакции рыб на токсическое воздействие. Она сопровождается повышенным расходом углеводов, обусловленным интенсификацией окислительных процессов в тканях. Такая реакция возникает на любое чрезвычайное по силе изменение факторов внешней среды, и мобилизация гликогена для удовлетворения возросших потребностей тканей в глюкозе — это вполне нормальный адаптивный процесс. Другое дело, если действие стрессорного раздражителя, в частности токсиканта, продолжается длительное время, при этом запасы гликогена истощаются и развивается гипогликемия, сопровождаемая судорогами и другими симптомами недостаточного снабжения мозга сахаром.

Еще одним проявлением нарушения углеводного обмена у рыб следует считать переключение характерного для рыб и других позвоночных животных высокоэффективного с энергетической точки зрения аэробного распада углеводов на филогенетически более древний анаэробный. гликолиз (или гликогенолиз), сопровождаемый образованием молочной кислоты. И наконец, безусловным нарушением углеводного обмена может служить диссоциация между повышенной потребностью тканей в глюкозе и направленностью углеводного обмена в печени, скажем, преобладание гликогензапасающего характера обмена над гликогенрасходующим.

Исследования по влиянию различных токсикантов на углеводный обмен рыб активизировались в 70-е годы как в нашей стране, так и за рубежом. В значительной мере этому содействовали работы предшествующего десятилетия по углеводному обмену и его регуляция у рыб в нормальных условиях. Как и следовало ожидать, основные пути углеводного обмена и ферменты, контролирующие этот обмен, аналогичны известным у высших позвоночных животных. Глюкоза, поступая в клетки печени или мышц рыб, под действием гексокиназы подвергается фосфорилированию и превращается в глюкозо-6-фосфат с использованием при этом большой энергии фосфатной связи аденозинтрифосфата (АТФ). Образовавшийся глюкозо-6-фосфат под влиянием фосфоглюкомутазы перестраивается в глюкозо-1-фосфат [719, 721]. Заключительный этап синтеза гликогена у рыб осущест-вляется с помощью гликогенсинтетазы, под действием которой глюкозо-1-фосфат переходит в гликоген [762, 461, 612, 733].

Не только синтез гликогена, но и его расщепление с образованием глюкозы происходит у рыб, как и у теплокровных позвоночных, главным образом фосфоролитическим путем. Первый этап этого процесса, завершающийся образованием глюкозо-1-монофосфорного эфира, катализируется фосфорилазой, а второй этап — превращение глюкозо-6-монофосфата в свободную глюкозу и фосфорную кислоту — фосфатазами. Высокая активность ферментов фосфоролиза имеет место в печени, а также в мышцах разных видов рыб, причем в красных мышцах она выше, чем в белых [812, 801, 728, 475, 717, 718, 857].

Наряду с фосфоролитическим расщеплением гликогена у рыб существует и гидролитическое расщепление, которое осуществляется в печени и мышцах под влиянием амилазы [7, 699, 812, 811, 466, 720] и α-глюкозидазы или γ-амилазы [858, 716].

Все эти материалы свидетельствуют о том, что ферментативный аппарат и гликолитическая цепь у рыб и высших позвоночных животных идентичны. Направление потока метаболитов по гликолитической цепи рыб определяется регуляцией уровня активности ферментов-антагонистов, обусловливая тот или иной уровень углеводных запасов в организме. В частности, высокая активность гликоген-синтетазы и низкая активность фосрорилазы определяют гликогепзапасающий характер углеводного обмена. Смена гликогензапасающей направленности обмена на гликогенрасходующую возможна только при резком увеличении активности фосфорилазы и снижения активности гликогенсинтетазы.

Сигналом для переключения направленности углеводного обмена у рыб служат изменение различных факторов внешней среды (температуры, солености) и поведения, а также сезонная динамика физиолого-биохимических процессов и ряд других [498, 623, 303, 449, 450, 822, 823, 825].

Восприятие этих сигналов осуществляется, по-видимому, как экстерорецепторами, так и интерорецепторами. Импульсы, возникающие в рецепторах, поступают в центральную нервную систему, а далее включаются нейрогормональные механизмы, контролирующие активность ключевых гликогенсинтезирующих и гликолитических ферментов. Гормональная регуляция углеводного обмена у высших позвоночных осуществляется с помощью гормонов поджелудочной железы (инсулина и глюкагона), коры надпочечников (картизола и дезоксикортикостерона), мозгового вещества надпочечников (адреналина), гипофиза (гормона роста и адренокортикотропного гормона). Одни из этих гормонов, такие, как адреналин, глюкагон и глюкокортикоиды, активируя гликолитические ферменты, интенсифицируют расщепление гликогена, повышают содержание сахара в крови, удовлетворяя тем самым повышенные энергетические потребности клеток тканей и органов. Другие гормоны, например инсулин, активируют активность гликогенсинтезирующих ферментов, усиливая тем самым гликогензапасающую функцию печени. Аналогичные механизмы гормональной регуляции активности ключевых ферментов углеводного обмена обнаружены и у рыб: адреналин и глюкагон повышают активность глгокозо-6-фосфатазы и фосфорилазы [740, 450, 822, 823] а инсулин угнетает активность фосфорилазы [519, 557].

Полученные в последнее десятилетие экспериментальные данные однозначно свидетельствуют о глубоком к разностороннем влиянии отдельных групп токсикантов на различные звенья углеводного обмена морских и проходных рыб. Так, краткосрочное выдерживание молоди кижуча в сточных водах целлюлозно-бумажного производства приводит к развитию гипергликемии уже через 3 ч контакта рыб с токсикантами, которая достигает своего наивысшего выражения через 96 ч. С некоторым опозданием у подопытных рыб начинается снижение содержания гликогена в печени. Если через 12 ч количество гликогена в печени подопытных рыб не претерпевает существенных изменений, то через 72 ч нахождения рыб в токсическом растворе его содержание снижается почти в 6 раз и составляет лишь 14% его количества у контрольных особей [701, 703]. Согласованные изменения основных показателей углеводного обмена — снижение уровня гликогена в печени и повышение концентрации сахара в крови — авторы связывают с вероятным выбросом в кровяное русло отравленных рыб катехоламинов, которые, как известно, активируют гликолитические ферменты и приводят к снижению запасов гликогена в печени рыб [801, 723).

Иные по направленности изменения углеводного обмена обнаружены в хронических опытах с молодью кижуча, подвергнутой токсическому воздействию сточных вод целлюлозно-бумажного производства [702]. Длительное (до 200 сут) выдерживание рыб в токсическом растворе приводило, как и в острых опытах, к повышению уровня сахара в крови, но содержание гликогена в печени при этом не снижалось, а повышалось. Несколько ранее аналогичные изменения содержания гликогена в печени отмечены в хронических опытах (160-дневные) с эндрином, выполненных на радужной форели [568]. Длительный контакт с различными концентрациями пестицида приводил к повышению уровня гликогена в печени подопытных рыб. Более того, длительное плавание, которое авторы использовали в качестве функциональной нагрузки для подопытных рыб, не снижало запасов гликогена в печени, в то время как у контрольной форели эта же физическая нагрузка приводила к мобилизации гликогена в печени. Таким образом, здесь действительно имеет место нарушение нормального хода углеводного обмена. Остается неясным, повышается ли при этом у подопытных рыб содержание глюкозы в крови. Однако в опытах с другим токсикантом (сублетальными концентрациями кадмия) у рыб отмечалась гипергликемия, а концентрация гликогена в печени либо увеличивалась, либо оставалась без существенных изменений [656].

Каковы же причины повышения гликогензапасающей функции печени в условиях хронического отравления рыб пестицидами и тяжелыми металлами? Чтобы ответить на этот вопрос, необходимо обратиться к материалам, характеризующим гормональный статус организма рыб в экстремальных условиях хронического отравления тем или иным токсикантом. Разумеется, в первую очередь нас интересуют гормоны, контролирующие углеводный обмен, в частности его гликогензапасающую направленность. Как известно, синтез гликогена может происходить либо непосредственно из глюкозы, либо из неуглеводпых предшественников, сопровождаясь затратами АТФ и НАД-Н (гликонеогенез). Взаимосвязь углеводного обмена с белковым и липидным контролируется различными гормонами, в частности адренокортикальными, стимулирующими катаболизм белков и анаболизм углеводов [403]. Наличие у рыб этих гормонов и их участие в регуляции катаболизма белков [802, 553], а также имеющиеся экспериментальные данные по влиянию адренокортикотропного гормона и кортизола на уровень содержания сахара крови [731] и гликогена печени рыб [653, 808] позволяют сделать вывод о том, что именно этим гормонам принадлежит ведущая роль в изменении направленности углеводного обмена в условиях хронического отравления рыб.

Современная ихтиотоксикология располагает материалами, согласно которым различные по природе токсиканты вызывают усиленную секрецию кортикостероидов. Например, низкие концентрации эндрина, оказывающие хронический токсический эффект, вызывают у радужной форели увеличение концентрации кортизола в крови [568]. Краткосрочное выдерживание тихоокеанского лосося в сточных водах целлюлозно-бумажного производства приводило к повышению содержания кортизола [512]. Аналогичная по направленности реакция отмечена и у байкальского омуля, находившегося в течение 24 ч в сточных водах сульфат-целлюлозного производства в разведении 1:100 [243]. Через 2 ч после погружения рыб в токсический раствор содержание кортизола в крови подопытных рыб повысилось с 17,4±2,1 до 38,5±3,0 мкг на 100 мл, т. е. в 2 раза, а через 24 ч возросло до 51,6±3,4 мкг на 100 мл. Экспериментальные данные, свидетельствующие об активации коры надпочечников и повышении содержания кортизола в крови под влиянием сточных вод сульфат-целлюлозного производства, согласуются с материалами полевых наблюдений, согласно которым у рыб, отловленных в районе сброса этих сточных вод в водоем, содержание кортизола в крови (116,4±7,1 мкг) почти в три раза выше, чем у рыб, отлозленных вне зоны загрязнения (41,1 ±1,2 мкг на 100 мл плазмы).

Быстрое (через 1 ч после начала опытов) увеличение концентрации кортизола, кортизона и общего содержания кортикостероидов отмечено у сеголетков нерки под влиянием токсического раствора сульфата меди концентрацией 1•10^-5÷1•10^-6 М, в котором рыбы выживают в течение 8-24 ч. Авторы считают, что изменение уровня кортикостероидов в крови может служить хорошим показателем токсического действия меди [525].

Совокупность представленных данных свидетельствует об однотипности реакции рыб и теплокровных позвоночных на стрессорные раздражители химической природы. Разнообразные по химическому строению токсиканты-вызывают активацию гипофиза и выброс в кровяное русло адренокортикотропного гормона, который в свою очередь усиливает секрецию кортикостероидов интерреналовой железой. Совместное действие этих гормонов приводит к снижению интенсивности использования глюкозы тканями и повышению темпов превращения продуктов расщепления белков в глюкозу, т. е. усиливает гликонеогенез. В результате при хроническом отравлении рыб происходит увеличение запасов гликогена в печени и содержания сахара в крови. При остром отравлении, развивающемся под влиянием больших концентраций токсикантов, напротив, происходит снижение концентрации кортизола в крови [568] и, как мы уже отмечали, повышение концентрации катехоламинов, в частности адреналина, что ведет к снижению запасов гликогена в печени и кратковременному повышению содержания сахара в крови.

Влияние различных групп токсикантов на углеводный обмен рыб подтверждено также результатами работ, выполненными батумскими ихтиотоксикологами в середине 70-х годов [118, 136, 117].

Авторы исследовали токсичность различных концентраций нефти в острых, подострых и хронических опытах на двух резко различающихся по экологии и активности видах черноморских рыб: высокоактивной смариде (Spicara smaris L.) и малоподвижном морском языке (Solea lascaris nasuta L.). Показателями токсичности служили концентрация гликогена в органах и тканях, а также сахара и молочной кислоты (лактата) в крови. В исходных опытах, выполненных на смариде [118], острое отравление рыб нефтепродуктами (29 мг/л) уже через 2 ч приводило к снижению концентрации гликогена в печени с 616±122 до 373±73 мг% и повышению уровня сахара в крови с 55,0±6,0 до 71,6±7,4 мг%. Максимальная гипергликемия развивалась через 4 ч (109,7±5,6 мг%), но к исходу опытов происходило резкое снижение концентрации сахара в крови — до 26,2±4,8 мг% против 61,2±4,2 мг% у контрольных особей. Количество гликогена в печени у подопытных рыб снижалось до 323 ±54 мг% против 626±94 мг% у контрольных.

Привлекает внимание динамика содержания молочной кислоты в крови смариды. За первые 2 ч опыта ее концентрация снизилась с 196,7±31,9 до 93,6±17,1 мг%, а через 4 ч после начала опыта — до 30,2±5,9 мг%. Интересно, что именно к 4-му часу развития острого нефтяного отравления смариды отмечены максимальная гиперглнкемия и минимальное содержание молочной кислоты. К исходу опытов (через 10 ч) содержание сахара в крови подопытных рыб снизилось почти в четыре раза (со 109,7 до 26,2 мг%), а содержание молочной кислоты, напротив, увеличилось в три раза (с 30,2 до 90,6 мг%). Подострое отравление смариды нефтепродуктами (15 мг/л) вызывало к исходу 4-суточных опытов резкое снижение запасов гликогена в печени (536 ±90 мг% у контрольных и 69±11 мг% у подопытных), увеличение содержания сахара (35,1±2,4 мг% у контрольных и 408±105 мг% у подопытных) в крови рыб. Отмечено резкое колебание содержания сахара и молочной кислоты в крови у двух контрольных групп смариды, использованных в опытах с острым и подострим отравлением. Так, у 8 особей контрольной группы при остром отравлении средний уровень сахара в крови составил 61,2±4,2 мг%. а молочной кислоты — 303±64,9 мг%. Эти же показатели у 14 особей второй контрольной группы, использованной в опытах с подострым отравлением, оказались равными соответственно 35,1 ±1,7 и 119,5±21,7 мг%. Иными словами, колебания рассматриваемых показателей у рыб двух контрольных групп сопоставимы с теми изменениями, которые обнаруживаются у подопытных и контрольных групп. Это наводит на мысль о неудовлетворительных условиях содержания рыб и, как следствие, неодинаковом функциональном состоянии особей, используемых в качестве контрольных. Наконец, в серии хронических опытов с концентрацией нефтепродуктов 8 мг/л, продолжавшихся в течение 1 мес, отмечено постепенное снижение запасов гликогена в печени (156±36 мг% у подопытных и 427±84 мг% у контрольных). Одновременно с этим у подопытных рыб отмечены развитие гипогликемии и резкие колебания уровня молочной кислоты в крови.

Экспериментальные данные, характеризующие динамику изменения уровня гликогена, лактата и сахара в крови у смариды и морского языка в условиях острого, подострого и хронического отравления нефтепродуктами, обобщены А. М. Котовым [136]. При остром и подостром отравлении (22, 19 и 16 мг/л) у обоих видов рыб отмечено 2-фазовое изменение показателей углеводного обмена: первоначальное увеличение количества глюкозы и гликогена и последующее их снижение, сопровождаемое гиполактацедемией, которая, по мнению автора, отражает снижение интенсивности гликолиза. Хроническое отравление рыб нефтепродуктами сопровождается полифазным изменением показателей углеводного обмена. Как в острых, так и в хронических опытах у более активной смариды изменения показателей углеводного обмена при нефтяном токсикозе более выражены, чем у морского языка, что отражает более высокую устойчивость этого вида к нефтепродуктам в сравнении с устойчивостью смариды. На основе полученных данных автор приходит к выводу о возможности использования показателей углеводного обмена при оценке токсичности растворенных нефтепродуктов.

Обстоятельное изучение динамики содержания гликогена в органах и тканях, а также активности некоторых ферментов углеводного обмена морских рыб при нефтяном токсикозе выполнено Г. И. Ковалевой [117]. Основными объектами исследования служили смарида и морской язык, а дополнительными — мерланг (Odon-toganus merlangus enxinus N.) и ставрида (Trachurus mediterraneus ponticus Aleev). Острое, подострое и хроническое отравление рыб нефтепродуктами приводит к достоверному снижению гликогена в печени, а также в сердце и красных мышцах. Выраженность этих изменений и их динамика неодинаковы у разных видов рыб при отравлении различными концентрациями нефтепродуктов.

Так, при остром отравлении (29 мг/л) первичное снижение уровня гликогена в печени смариды отмечается уже после 2-часового контакта рыб с ядом и вплоть до гибели рыб. Аналогичная динамика снижения уровня гликогена имеет место в красных мышцах, а также в сердечной мышце, хотя здесь наибольшее снижение уров-пя гликогена отмечается к 4-му часу пребывания рыб в растворе токсиканта (до 38% его количества у контрольных особей), а затем содержание гликогена в сердечной мышце несколько повышается и накануне гибели рыб составляет 59% его содержания у контрольных особей. Примерно такое же количество гликогена отмечено и в других тканях смариды: печени 57%, сердца 59%, красных мышц 52%, головного мозга 57%. Снижение уровня гликогена в печени сопровождается увеличением концентрации глюкозы в крови; через-2 ч она была равна 71,3±8,6 мг% против 59,9±6,3 мг% у контрольных особей, а через 4 ч составляла уже 82,4±1,2 мг%.

Достоверное снижение гликогена в тканях смариды имело место и при подостром отравлении (15 мг/л), но динамика этих изменений оказалась иной. Так, в печени смариды уровень гликогена через 24 ч составляет 64% его количества у контрольных особей, а через 48 ч — всего лишь 12% и остается без существенных изменений в течение 2 последующих суток. Что касается уровня гликемии, то через 1 сут контакта рыб с токсикантами он повышается до 95,2±4,9 мг% против 60,5±6,0 мг% у контрольных особей. На 4-е сутки концентрация глюкозы в крови подопытных рыб составляла 58,8±5,3 мг%, у контрольных рыб она была еще ниже — 34,8±2,8 мг%. Изменения уровня гликогена в сердечной н •красных мышцах смариды значительно менее выражены.

Теперь обратимся к материалам, характеризующим динамику изменения гликогена в различных органах и тканях морского языка. В отличие от смариды у морского языка наиболее значительное снижение уровня гликогена отмечено в сердце, и на 7-е сутки опытов запасы гликогена в этом органе составили всего 16% его содержания у контрольных особей. В печени морского языка также происходит снижение уровня гликогена, но менее интенсивно и заметно отстает по.времени от аналогичных изменений в сердце. Только на 7-е сутки контакта рыб с ядом содержание гликогена в печени у подопытных рыб стало достоверно ниже, чем у контрольных.

На основе обнаруженных различий в динамике снижения содержания гликогена в различных органах смариды и морского языка при подостром отравлении Г. И. Ковалева делает вывод о преимущественном патологическом влиянии, растворенных нефтепродуктов на печень у смариды и на сердце у морского языка.

Однако нам представляется преждевременным говорить о гепатоксическом действии растворенных нефтепродуктов у смариды и кардиотоксическом действии той же нефти у морского языка.

Как мы уже отмечали, нельзя считать, что само по себе снижение резервов гликогена в печени или в мышцах — это обязательно нарушение углеводного обмена. Ведь резерв того или иного вещества, в частности гликогена, потому и называется резервом, что он может быть мобилизован в случае экстренной необходимости для энергетического обеспечения ответных реакций организма в стрессовых ситуациях. Массированное воздействие на организм высоких концентраций растворенных нефтепродуктов — это стрессовое воздействие, ответ на которое требует повышенных энергетических трат. Именно поэтому резервы гликогена в печени у смариды «ли в сердечной мышце у морского языка мобилизуются. Это как раз нормальная реакция организма. А если бы в ответ на токсическое воздействие нефтепродуктов, сопровождающееся повышенной возбудимостью и двигательной активностью, происходило снижение уровня гликемии (т. с. снижался бы транспорт глюкозы — важнейшего энергетического субстрата — к органам и тканям рыб) и одновременно с этим нарастание запасов гликогена в депонирующих этот полисахарид органах, тогда мы были бы вправе говорить о нарушениях углеводного обмена или парадоксальной реакции рыб на токсический раздражитель.

Ценность гликогенового теста на токсичность нефтепродуктов состоит именно в том, что он отражает реакцию целостного организма, причем как в условиях острого и подострого опытов, так и, что особенно важно, в условиях хронического опыта, т. е. при действии малых концентраций нефтепродуктов.

Заслуживают внимания опыты на изолированной печени, позволяющие понять механизмы снижения резервов гликогена в ней при воздействии на рыб нефтепродуктов. В срезах печени рыб, подвергнутых подострому и хроническому отравлению, заметно снижается продукция глюкозы одновременнно с этим падает содержание гликогена [117]. Автор объясняет эти изменения повышенным расходом глюкозы, которая может использоваться в качестве субстрата для реакции глюкуроновой конъюгации, а также в качестве источника энергии для обеспечения процессов детоксикации углеводородов нефти. Нам представляется правдоподобным объяснение и еще одного факта, обнаруженного в результате сопоставления данных, полученных в опытах на целостном организме и на изолированной печени. Мы имеем в виду развитие у рыб гипергликемии при сниженной продукции глюкозы печенью, вызванной, по-видимому, пониженной утилизацией глюкозы периферическими тканями отравленных рыб. Во всяком случае некоторые гормоны, такие, как соматотропный, кортикоиды, глюкагон, могут вызвать понижение утилизации глюкозы периферическими тканями, а именно эти гормоны и прежде всего кортикоиды поступают в кровяное русло при развитии адаптационного синдрома в ответ на воздействие стрессорных раздражителей, в том числе и токсических веществ.

Таковы основные результаты сравнительного изучения углеводного обмена у рыб в условиях острого, подострого и хронического отравления различными по природе токсикантами, однозначно свидетельствующие о существенных изменениях его интенсивности и направленности у отравленных рыб и перспективности использования основных показателей углеводного обмена — содержания сахара в крови и гликогена в печени — в качестве чувствительных критериев токсичности различных групп веществ для рыб.

Липидный обмен

 

Липидный обмен находится в тесной связи с углеводным, поскольку при энергетическом обеспечении многих процессов жизнедеятельности организма углеводы используются в качестве «запального» топлива, а липиды играют роль «стратегического» топлива [404]. Образно говоря, липиды, а точнее, жирные кислоты «сгорают в пламени углеводов» [403]. Однако не только в этом проявляется связь между окислением углеводов и обменом липидов. В случае недостатка углеводов в организме для покрытия потребности в энергии усиленно сжигаются жиры. При избытке углеводов из них легко образуются липиды. Синтез жиров происходит за счет энергии, выделяемой при окислении углеводов нормальной интенсивности, т. е. окисление углеводов прекращает усиленное расщепление жирных кислот и способствует их ресинтезу. Таким образом, липиды играют важнейшую роль, в энергетическом обмене, но этим не исчерпывается их значение для организма. Липиды в соединении с белками (липолротсиды) являются основным структурным элементом биологических мембран, причем липидами богаты такие структурные элементы клеток, как митохондрии, микросомы, в которых протекают организованные энзиматические реакции, окислительное фосфорилирование и синтетические процессы [403].

Успехи в изучении фракционного состава липидов теплокровных животных стимулировали аналогичные исследования липидов рыб, и «настоящему времени накоплена значительная информация по этому вопросу [400, 401, 308, 405, 406]. Основная масса липидов рыб представлена фосфолипидами и триглицеридами, из которых первые несут структурную функцию, а вторые служат основным энергетическим субстратом. Большинство липидов, в том числе триглицериды и фосфолипиды, содержит насыщенные и ненасыщенные жирные кислоты. Рыбы имеют более сложный набор жирных кислот, среди которых резко преобладают ненасыщенные [155, 409]. Жирные кислоты представляют собой наиболее лабильный энергетический резерв организма, а их концентрация в крови может служить тонким индикатором степени мобилизации жировых запасов и интенсивности окислительных процессов в печени и мышцах[560, 624, 734].

Наконец, еще одним важным компонентом фракционного состава липидов следует считать холестерин. Последний наряду с фосфолипидами участвует в построении клеточных мембран [357] и служит предшественником стероидных гормонов [376], играющих активную роль в регуляции адаптивных реакций организма в ответ на стреосорные раздражители.

Достижения современной биохимии липидов рыб позволили использовать некоторые показатели липидного обмена для оценки реакции рыб на воздействие токсических веществ различной природы. Первые опыты в этом плане были начаты и затем успешно развивались. В Институте биологии АН Латвийской ССР [371-374, 74]. В серии экспериментов, выполненных на модели пестицидного отравления карпа, определяли направленность и интенсивность изменения содержания в органах и тканях подопытных рыб фосфолипидов, свободного холестерина, неэстсрифицированных жирных кислот, триглицеридов и эфиров холестерина. В качестве токсикантов авторы использовали два гербицида: 2,4D-Nа (натриевая соль 2,4-дихлорфеноксиуксусной кислоты) концентрацией 0,05% и феназон концентрацией 0,02%, а также два инсектицида: ДДТ и линдан концентрацией 0,01 — 1 мг/л. Опыты с каждым из исследованных пестицидов продолжались 24 ч при температуре 16° С. В исходной серии опытов, выполненной с гербицидом 2,4 D-Na на двухлетках карпа [373], установлено нарушение стационарного состояния обмена липидов, проявившееся в достоверном увеличении содержания фосфолипидов, триглицеридов и эфиров холестерина в скелетной и сердечной мускулатуре. Содержание холестерина и неэстерифицированных жирных кислот при этом не менялось. Авторы объясняют обнаруженное ими повышение количества триглицеридов и эфиров холестерина у отравленных рыб блокированием их расщепления до жирных кислот. Привлекает внимание более быстрое увеличение содержания фосфолипидов в скелетной мускулатуре (через 1 сут), чем в сердечной (на 10-е сутки).

Иные по направленности изменения фракционного состава липидов обнаружены в печени и плазме крови карпов, отравленных 2,4 D-Na [371]. Количество фосфолипидов и неэстерифицированных жирных кислот в печени резко снижается, а триглицеридов — существенно возрастает. В плазме крови, напротив, содержание фосфолипидов увеличивается почти втрое. Видимо, у отравленных рыб имеет место перераспределение фосфолипидов между печенью и мышцами, вследствие чего их содержание в печени снижается, а в кровиь (транспортная функция), скелетной и сердечной мускулатуре возрастает (табл. 15). Снижение количества неэстерифицированных жирных кислот в печени без достоверного увеличения их содержания в крови и мускулатуре обусловлено, вероятно, повышенными энергетическими потребностями этого органа, удовлетворение которых можете осуществляться за счет окисления жирных кислот. В плазме подопытных карпов отмечено достоверное снижение концентрации свободного холестерина, обусловленное либо участием последнего в связывании токсиканта, либо его усиленным использованием для синтеза стероидных гормонов, обеспечивающих адаптацию организма к неблагоприятным условиям.

 

Таблица 15.

Влияние 2,5 D-Na (0,05%-ный раствор) на содержание

основных фракций липидов карпа [371-373]

 

 

Примечание. Ф – фосфолипиды; Х – свободный холестерин;

ЖК – неэстерифицированные жирные кислоты; ТГ – триглицериды; ЭХ – эфиры холестерина.

 

Согласно современным представлениям одним из источников поступления холестерина в плазму являются эритроциты. Здесь с помощью лецитинхолестеринацетилтрансферазы происходит эстерификация холестерина и образующиеся эфиры холестерина транспортируются в печень. Поэтому вполне логичным было исследовать содержание основных фракций липидов в эритроцитах подопытных карпов [372].

Из данных, представленных в табл. 15, следует, что в эритроцитах отравленных карпов происходит заметное, но статистически недостоверное повышение уровня фосфолипидов и достоверное снижение количества эфиров холестерина (на 47%). Остальные компоненты фракционного состава липидов эритроцитов подопытных рыб не претерпевают существенных изменений по отношению к контролю. Относительно стабильным оказался и фракционный состав липидов мозга. Отмечено лишь достоверное снижение (на 16%) уровня фосфолипидов. Остается неясным, чем определяется снижение уровня фосфолипидов в мозге: угнетением их синтеза или усилением расщепления.

Из данных, характеризующих направленность и интенсивность изменений фракционного состава липидов в различных органах и тканях рыб, подвергнутых острому отравлению 2,4 D-Na (см. табл. 15), видно, что наиболее значительные сдвиги липидного обмена происходят в печени. Это естественно, поскольку печень играет большую роль в обороте липидов внутри организма и является главным местом их окисления.

Другой гербицид — феназон — также оказывает существенное влияние на липидный обмен подопытных карпов [374], в частности, вызывает увеличение содержания как свободного холестерина в печени (на 70%) и сердечной мускулатуре (на 64%), так и эфиров холестерина (на 123 и 300% соответственно). Кроме того, в сердечной мускулатуре отмечено резкое увеличение концентрации НЭЖК (на 380%). Аналогичные по направленности, но несколько менее выраженные сдвиги — увеличение свободного холестерина (на 24%) и повышение концентрации НЭЖК (на 103%) — обнаружены и в мозге отравленных рыб.

В опытах с ДДТ (0,1 мг/л) отмечено значительное увеличение количества фосфолипидов, свободного холестерина и неэстерифицированных жирных кислот в печени отравленных карпов, однако статистически достоверных изменений этих показателей в плазме крови и сердечной мускулатуре не произошло. При отравлении рыб линданом (0,1 мг/л) происходит увеличение содержания фосфолипидов и свободного холестерина в печени, но концентрация НЭЖКв этом органе достоверно снижается. Как и в опытах с ДДТ, у рыб, отравленных линданом, достоверных изменений каждого из пяти исследованных показателей липидного обмена в плазме крови и сердечной мускулатуре не обнаружено. Авторы предполагают [374], что при небольшой концентрации линдана (0,1 мг/л) снижение количества НЭЖК в печени определяется высокой скоростью их окисления, опережающей скорость поступления этой фракции липидов из крови в печень. Увеличение концентрации линдана в 10 раз (до 1 мг/л) даже при снижении времени наблюдений до 3 ч приводит к существенному снижению содержания фосфолипидов, свободного холестерина и эфиров холестерина в плазме крови. Вместе с тем количество НЭЖК возрастает почти в три раза. Авторы объясняют это повышенным выделением адреналина у рыб, подвергшихся острому отравлению линданом. Обобщая полученные данные, Т. X. Фреймане и М. В. Грундуле [372] приходят к вполне обоснованному выводу о том, что «даже сравнительно низкие концентрации линдана и ДДТ вызывают сдвиги важнейших биохимических параметров» (с. 253) липидного обмена.

Интересные данные получены В. И. Чернышевым и М. М. Телитченко [396] при изучении структурных липидов, продуктов лх распада и свободнорадикального окисления при действии на организм ряда повреждающих факторов, в том числе токсикантов органической (фенол) и неорганической (азотнокислый никель) природы. Авторы обнаружили сходство в динамике изменений рыхлосвязанных липидов в жабрах и печени подопытных карпов под влиянием экстремально высокой температуры (30° С) и интоксикации, причем в последнем случае изменения носили более контрастный характер. Направленность изменений однотипна: вначале снижение содержания рыхлосеязанных липидов, затем увеличение, стабилизация на уровне, близком к контрольному, и новое снижение в конце опыта. Выраженность количественных изменений отдельных 'компонентов липидов также одинакова в температурных и токсикологических опытах: а) изменения в содержании фосфатидных и высших жирных кислот имеют сходный характер с изменением антиокислительной активности в тканях (жабры, печень, селезенка); однако экстремальные точки зарегистрированы на 2-е сутки, т. е. позже получения максимальных значений АОА; б) глицериды, кефалины и лизолецитины изменяются синфазно с изменением АОА для соответствующих тканей; в) «изменения сфингомиелинов, лецитинов и стеринов выражены неярко» (с. 161)..

В последние годы появились попытки вскрыть характер влияния некоторых токсикантов на липиднын состав субклеточных структур, таких, как митохондрии [74] и лизооомы [153] печени рыб. Важнейшим элементом этих структур являются биологические мембраны, построенные из липопротеинов, нарушение целостности которых ведет к нарушению внутриклеточного обмена, в частности энергетического, протекающего в митохондриях. Поскольку одним из основных структурных и функциональных компонентов митохондриальной мембраны являются фосфолипиды, правомерна постановка вопроса о характере влияния некоторых токсикантов, в частности гербицида 2,4 D-Na, на фосфолипидный состав митохондрий печени рыб [74]. У карпа обнаружено шесть фракций фосфолипидов: кардиолипин (КЛ), фосфатидилэтаноламин (ФЭА), фосфатидилхолии (ФХ), фосфатидилинозитол (ФИ), фосфатидилсерин (ФС), лизофосфатидилхолин (ЛФК). Под влиянием исследованного гербицида происходят количественные изменения фосфолинидного состава митохондрий печени карпа на протяжении всего периода (1ч) их инкубирования в буферном растворе в присутствии токсиканта (5 ммоль). Выраженность изменений отдельных фракций фосфолипидов и их длительность неодинаковы, но они свидетельствуют о нарушении равновесия фосфолипидных фракций в митохондриях под влиянием токсиканта. Авторы высказывают предположение, согласно которому гербицид частично расщепляет липопротеиновые комплексы мембран митохондрий, что нарушает их структуру и увеличивает проницаемость.

Под влиянием фенола и сульфатного щелока — важнейших компонентов промышленных стоков целлюлозно-бумажного производства — изменяется липидный спектр лизосом печени некоторых видов рыб (лещ, плотва, окунь, сиг). При этом «снижается содержание общих липидоя, триглицеридов, общей фракции фосфолипидов, а в них лецитина, кефалина и сфингомиелина с одновременным увеличением концентрации диглицеридов и лизолецитина» [153, с. 67]. По мнению авторов, исследованные ими токсиканты могут нарушить целостность одинарной липопротеиновой мембраны лизосом, высвобождая при этом кислые гидролазы (в том числе липазы, фосфолипазы А, С), которые и приводят к отмеченному изменению липидного состава лизосом. Это предположение основано на современных представлениях о том, что одной из точек приложения чрезвычайных по силе раздражителей, в том числе раздражителей химической природы, могут быть биологические мембраны субклеточных структур, в частности мембраны лизосом, включающие около 70 гидролитических ферментов [75, 270]. Нарушение целостности мембран лизосом и высвобождение из лизосом кислых гидролаз приводит к гидролизу различных соединений, в том числе фосфолипидов, с образованием лизосоединений. По мнению В. С. Сидорова [305], эти представления могут быть использованы при выяснении механизмов токсического действия различных веществ на рыб и других гидробионтов.

Заслуживают внимания попытки некоторых авторов [64, 307] использовать показатели липидного обмена для оценки физиологического состояния рыб, обитающих в водоемах, подвергавшихся загрязнению. У рыб, отловленных взоне интенсивного загрязнения, обнаруживается более высококе содержание общих липидв в различных органах и тканях, в часности в печени. Одной из причин подобного рода изменений может быть компенсаторное увеличение интенсивности обменных процессов и депонирования лиггидов, обусловленное необходимостью локализации в тканях некоторых липорастворимых аминофенолоподобных соединений, присутствующих в сточных водах [64].

Сравнение липидного состава печени разных видов рыб (лещ, сиг и др.), выловленных в чистой и загрязненной зонах одного из водоемов, в который попадают сточные воды ЦБК, выполнено В. С. Сидоровым